Уфа, Республика Башкортостан, Россия
Уфа, Республика Башкортостан, Россия
УДК 616.31 Стоматология. Заболевания ротовой полости и зубов
Предмет исследования — значение молекулярно-генетических методов исследования в изучении этиопатогенеза остеомиелита челюстей. Цель работы — представить исследователям, врачам-стоматологам-хирургам, челюстно-лицевым хирургам актуальную информацию по возможностям молекулярно-генетических изысканий в вопросах выявления бактериальных патогенов при остеомиелите челюстей, а также отразить генетические маркеры факторов патогенности ряда основных возбудителей заболевания. Методология. Использованы международные научные базы данных PubMed, ScienceDirect, Scopus, Cochrane Collaboration, Elsevier, а также электронные каталоги eLIBRARY.RU и КиберЛенинка. Результаты. Обзор публикаций продемонстрировал, что S. aureus и S. Epidermidis доминируют в этиологическом спектре возбудителей инфекционных процессов костной ткани. Участие данных микроорганизмов определяется целым спектром факторов патогенности. В патогенезе остеомиелита и прогрессировании заболевания главную роль играют токсины и гены лейкоцидин Пантона–Валентайна (PVL). Показано, что патогенные бактерии Porphyromonas gingivalis и Aggregatibacter actinomycetemcomitans способны индуцировать дифференцированную продукцию цитокинов. Наибольшее внимание привлекает Е. faecium, который проявляет мультирезистентность к широкому спектру антибиотиков. Доля инфекций, опосредованных S. epidermidis, S. Saprophyticus составляет, в среднем, порядка 25% случаев. Доля представителей грамотрицательной флоры Escherichia, Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter, Proteus, Providencia, Serratia достигает 23% случаев. Патогенные нозокомиальные штаммы P. aeruginosa также вовлечены в формирование хронического воспаления при остеомиелите. По результатам опубликованных исследований, более трети случаев хронического остеомиелита опосредовано микробными ассоциациями, в составе которых доминируют S. aureus, S. epidermidis и реже E. faecalis. Выводы. Применение ПЦР-анализа для идентификации возбудителей остеомиелита и амплификация генов с использованием специфичных праймеров имеет огромное преимущество перед рутинными микробиологическими тестами, являясь информативным методом исследования факторов патогенности основных возбудителей. Высокая значимость молекулярно-генетических методов в изучении этиопатогенеза остеомиелита челюстей требует их широкого применения в клинике хирургической стоматологии и челюстно-лицевой хирургии для успешного решения сложных задач по реабилитации пациентов с данным заболеванием.
обзор литературы, остеомиелит челюсти, ПЦР, молекулярно-генетические методы исследования, генетические маркеры возбудителей остеомиелита
1. Spyropoulou V., Dhouib Chargui A., Merlini L., Samara E., Valaikaite R., Kampouroglou G. et al. Primary subacute hematogenous osteomyelitis in children: a clearer bacteriological etiology // J Child Orthop. – 2016;10(3):241-246. https://doi.org/10.1007/s11832-016-0739-3
2. Nishitani K., Sutipornpalangkul W., de Mesy Bentley K.L., Varrone J.J., Bello-Irizarry S.N., Ito H. et al. Quantifying the natural history of biofilm formation in vivo during the establishment of chronic implant-associated Staphylococcus aureus osteomyelitis in mice to identify critical pathogen and host factors // J Orthop Res. – 2015;33(9):1311-1319. https://doi.org/10.1002/jor.22907
3. Mariani B.D., Martin D.S., Chen A.F., Yagi H., Lin S.S., Tuan R.S. Polymerase Chain Reaction molecular diagnostic technology for monitoring chronic osteomyelitis // J Exp Orthop. – 2014;1(1):9. https://doi.org/10.1186/s40634-014-0009-6
4. Ferroni A., Al Khoury H., Dana C., Quesne G., Berche P., Glorion C. et al. Prospective survey of acute osteoarticular infections in a French paediatric orthopedic surgery unit // Clin Microbiol Infect. – 2013;19(9):822-828. https://doi.org/10.1111/clm.12031
5. Qian J., Huang D., Fang M. A portable CRISPR Cas12a based lateral flow platform for sensitive detection of Staphylococcus aureus with double insurance // Food Control. – 2022;132:108485. https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2021.108485
6. Shibata S., Tanizaki R., Watanabe K., Makabe K., Shoda N., Kutsuna S. et al. Escherichia coli Vertebral Osteomyelitis Diagnosed According to Broad-range 16S rRNA Gene Polymerase Chain Reaction (PCR) // Intern Med. – 2015;54(24):3237-3240. https://doi.org/10.2169/internalmedicine.54.5066
7. Гончаров А.Е., Зуева Л.П., Колоджиева В.В. Способ определения генотипов золотистого стафилококка. Патент РФ № 2526497 С2.2014. [A.E. Goncharov, L.P. Zueva, V.V. Kolodzhieva. Method for determination of Staphylococcus aureus genotypes. Patent RF № 2526497 S2. 2014. (In Russ.)]. https://www.elibrary.ru/download/elibrary_37803418_80472848.pdf
8. Szafranska A.K., Oxley A.P., Chaves-Moreno D., Horst S.A., Roßlenbroich S., Peters G. et al. High-resolution transcriptomic analysis of the adaptive response of Staphylococcus aureus during acute and chronic phases of osteomyelitis // mBio. – 2014;5(6):e01775-e017714. https://doi.org/10.1128/mBio.01775-14
9. Jarraud S., Mougel C., Thioulouse J., Lina G., Meugnier H., Forey F. et al. Relationships between Staphylococcus aureus genetic background, virulence factors, agr groups (alleles), and human disease // Infect Immun. – 2002;70(2):631-641. https://doi.org/10.1128/IAI.70.2.631-641.2002
10. Beenken K.E., Mrak L.N., Griffin L.M., Zielinska A.K., Shaw L.N., Rice K.C. et al. Epistatic relationships between sarA and agr in Staphylococcus aureus biofilm formation // PLoS One. – 2010;5(5):e10790. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0010790
11. Tristan A., Ying L., Bes M., Etienne J., Vandenesch F., Lina G. Use of multiplex PCR to identify Staphylococcus aureus adhesins involved in human hematogenous infections // J Clin Microbiol. – 2003;41(9):4465-4467. https://doi.org/10.1128/JCM.41.9.4465-4467.2003
12. Johansson A., Flock J.I., Svensson O. Collagen and fibronectin binding in experimental staphylococcal osteomyelitis // Clin Orthop Relat Res. – 2001;(382):241-246. https://doi.org/10.1097/00003086-200101000-00032
13. Que Y.A., François P., Haefliger J.A., Entenza J.M., Vaudaux P., Moreillon P. Reassessing the role of Staphylococcus aureus clumping factor and fibronectin-binding protein by expression in Lactococcus lactis // Infect Immun. – 2001;69(10):6296-6302. https://doi.org/10.1128/IAI.69.10.6296-6302.2001
14. Wiśniewska K., Piórkowska A., Kasprzyk J., Bronk M., Świeć K. Clonal distribution of bone sialoprotein-binding protein gene among Staphylococcus aureus isolates associated with bloodstream infections // Folia Microbiol (Praha). – 2014;59(6):465-471. https://doi.org/10.1007/s12223-014-0321-7
15. Wann E.R., Gurusiddappa S., Hook M. The fibronectin-binding MSCRAMM FnbpA of Staphylococcus aureus is a bifunctional protein that also binds to fibrinogen // J Biol Chem. – 2000;275(18):13863-13871. https://doi.org/10.1074/jbc.275.18.13863
16. Vandenesch F., Naimi T., Enright M.C., Lina G., Nimmo G.R., Heffernan H. et al. Community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus carrying Panton-Valentine leukocidin genes: worldwide emergence // Emerg Infect Dis. – 2003;9(8):978-984. https://doi.org/10.3201/eid0908.030089
17. Storz G., Vogel J., Wassarman K.M. Regulation by small RNAs in bacteria: expanding frontiers // Mol Cell. – 2011;43(6):880-891. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2011.08.022
18. Palka-Santini M., Pützfeld S., Cleven B.E., Krönke M., Krut O. Rapid identification, virulence analysis and resistance profiling of Staphylococcus aureus by gene segment-based DNA microarrays: application to blood culture post-processing // J Microbiol Methods. – 2007;68(3):468-477. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2006.10.004
19. Duman Y., Sevimli R. Investigation of the presence of pantone-valentine leukocidin in Staphylococcus aureus strains isolated from orthopedic surgical site infections // Mikrobiyol Bul. – 2018;52(4):340-347. https://doi.org/10.5578/mb.67328
20. Dubrac S., Msadek T. Identification of genes controlled by the essential YycG/YycF two-component system of Staphylococcus aureus // J Bacteriol. – 2004;186(4):1175-1181. https://doi.org/10.1128/JB.186.4.1175-1181.2004
21. Zhu X., Zhang K., Lu K., Shi T., Shen S., Chen X. et al. Inhibition of pyroptosis attenuates Staphylococcus aureus-induced bone injury in traumatic osteomyelitis // Ann Transl Med. – 2019;7(8):170. https://doi.org/10.21037/atm.2019.03.40
22. Бухарин О.В., Валышева И.В., Карташова О.Л., Сычева М.В. Характеристика вирулентного потенциала клинических изолятов энтерококков. Журнал микробиологии. 2013;3:12-18. [O.V. Buharin, I.V. Valysheva, O.L. Kartashova, M.V. Sycheva. Characterization of the virulent potential of clinical isolates of enterococci. Journal of Microbiology. 2013;(3):12-18. (In Russ.)]. https://www.elibrary.ru/item.asp?id=23140970
23. Кузнецова М.В., Павлова Ю.А., Карпунина Т.И., Демаков В.А. Опыт использования методов молекулярной генетики при идентификации клинических штаммов Pseudomonas aerugenosa. Клиническая лабораторная диагностика. 2013;3:34-37. [M.V. Kuznecova, Ju.A. Pavlova, T.I. Karpunina, V.A. Demakov. Experience of using molecular genetics methods in the identification of clinical strains of Pseudomonas aerugenosa. Clinical laboratory diagnostics. 2013;(3):34-37. (In Russ.)]. https://www.elibrary.ru/item.asp?id=18923096
24. Hadi Saleh T., Hashim S., Abdulrazaq Al-Obaidi R.A., Laftaah Al-Rubaii B.A. A biological study of chitinase produced by clinical isolates of pseudomonas aeruginosa and detection of chia responsible gene // Int J Res Pharm Sci. – 2020;11(2):1539-1544. htpps://doi.org/10.26452/ijrps.v11i2.2030
25. Tang Y., Ali Z., Jin G. Detection methods for: Pseudomonas aeruginosa: History and future perspective // RSC Advances. – 2017; 82(7): 51789-51800. htpps://doi.org/10.1039/c7ra09064a
26. De Vos D., Lim A. Jr., Pirnay J.P., Struelens M., Vandenvelde C., Duinslaeger L. et al. Direct detection and identification of Pseudomonas aeruginosa in clinical samples such as skin biopsy specimens and expectorations by multiplex PCR based on two outer membrane lipoprotein genes, oprI and oprL // J Clin Microbiol. – 1997;35(6):1295-1299. htpps://doi.org/10.1128/jcm.35.6.1295-1299.1997
27. Jami Al-Ahmadi G., Zahmatkesh Roodsari R. Fast and specific detection of Pseudomonas Aeruginosa from other pseudomonas species by PCR // Ann Burns Fire Disasters. – 2016;29(4):264-267. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/28289359
28. Aghamollaei H., Moghaddam M.M., Kooshki H., Heiat M., Mirnejad R., Barzi N.S. Detection of Pseudomonas aeruginosa by a triplex polymerase chain reaction assay based on lasI/R and gyrB genes // J Infect Public Health. – 2015;8(4):314-322. htpps://doi.org/10.1016/j.jiph.2015.03.003
29. Khuntayaporn P., Yamprayoonswat W., Yasawong M., Chomnawang M.T. Dissemination of carbapenem-resistance among multidrug resistant pseudomonas aeruginosa carrying metallo-beta-lactamase genes, including the novel blaimp-65 gene in Thailand // Infect Chemother. – 2019;51(2):107-118. htpps://doi.org/10.3947/ic.2019.51.2.107
30. Naas T., Aubert D., Lambert T., Nordmann P. Complex genetic structures with repeated elements, a sul-type class 1 integron, and the blaVEB extended-spectrum beta-lactamase gene // Antimicrob Agents Chemother. – 2006;50(5):1745-1752. htpps://doi.org/10.1128/AAC.50.5.1745-1752.2006
31. Widmer F., Seidler R.J., Gillevet P.M., Watrud L.S., Di Giovanni G.D. A highly selective PCR protocol for detecting 16S rRNA genes of the genus Pseudomonas (sensu stricto) in environmental samples // Appl Environ Microbiol. – 1998;64(7):2545-2553. htpps://doi.org/10.1128/AEM.64.7.2545-2553.1998
32. Мавзютов А.Р., Мирсаяпова И.А., Хасанова Г.Ф., Баймиев А.Х. Сравнительная оценка информативности методов этиологической диагностики внебольничной пневмонии. Клиническая лабораторная диагностика. 2012;12:35-38. [A.R. Mavzjutov, I.A. Mirsajapova, G.F. Hasanova, A.H. Bajmiev. Comparative assessment of the information content of methods for the etiological diagnosis of community-acquired pneumonia. Clinical laboratory diagnostics. 2012;12:35-38. (In Russ.)]. https://www.elibrary.ru/item.asp?id=18762226
33. Huey B., Hall J. Hypervariable DNA fingerprinting in Escherichia coli: minisatellite probe from bacteriophage M13 // J Bacteriol. – 1989;171(5):2528-2532. htpps://doi.org/10.1128/jb.171.5.2528-2532.1989
34. Кузнецова М.В., Максимова А.В., Карпунина Т.И. Опыт использования Rep- и RAPD-полимеразной цепной реакции для эпаидемиологической характеристики нозокоминальных изолятов Pseudomonas aeruginosa. Клиническая лабораторная диагностика. 2015;3:44-50. [M.V. Kuznecova, A.V. Maksimova, T.I. Karpunina. Experience of using Rep- and RAPD-polymerase chain reaction for epidemiological characterization of nosocomial isolates of Pseudomonas aeruginosa. Clinical laboratory diagnostics. 2015;3:44-50. (In Russ.)]. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/26031166
